血液基因组DNA抽提试剂盒（磁珠法）

基因组DNA提取/血液基因组DNA抽提试剂盒（磁珠法）

血液基因组DNA抽提试剂盒（磁珠法）

一种基于新型的硅羟基包被的磁珠作为固相介质，分离纯化动物血液基因组DNA的试剂盒。

产品货号	产品规格	目录价	促销价
HX3011S	50次	354.00	318.00
HX3011M	200次	1176.00	1058.00
HX3011L	800次	4765.00	4288.00

▍产品信息

血液基因组DNA抽提试剂盒（磁珠法）是一种基于新型的硅羟基包被的磁珠作为固相介质，用于安全、便捷、稳定、高效、高质量地分离纯化动物血液基因组DNA的试剂盒。抽提后获得的基因组DNA可以用于基因组DNA的PCR扩增、酶切、基因分型、Southern杂交、高通量测序、基因组DNA文库的构建等各种常规的基因组DNA分析和实验检测。血液样品在裂解液和蛋白酶K的作用下迅速裂解，释放出来的基因组DNA在特定条件下与硅羟基包被的磁珠特异性结合，然后在外界磁场（如磁分离架）的作用下，磁珠与溶液可以快速而高效地分离，再经两次洗涤充分去除非特异性结合的蛋白、盐等杂质，最后用洗脱液将基因组DNA从磁珠上洗脱下来，即可获得高质量的基因组DNA。

本试剂盒的基因组DNA抽提体系经过反复优化，稳定性强，得率高，纯度好，100 µl人全血中抽提得到约4.5 µg基因组DNA，100 µl兔全血中抽提得到约5.6 µg基因组DNA，能从低至25 µl的哺乳动物全血样品、5 µl的有核红细胞抗凝血样品中抽提得到高质量的基因组，DNA A260/A280通常为1.7-1.9。使用便捷，采用磁珠纯化，整个抽提过程最快约需50 min。一方面，本试剂盒优化了裂解液成分，仅10 min就能完成裂解步骤；另一方面，优化了抽提体系，裂解完成后抽提的时间约为35 min。相比于传统的离心柱式抽提法，本试剂盒的操作流程显著简化，缩短了抽提时间。使用安全，通过特殊的磁珠纯化介质进行DNA分离纯化，无须使用酚、氯仿等有毒有害有机试剂。本产品推荐使用抗凝血液作为样品。对于含无核红细胞的抗凝血液样品（如人全血、小鼠全血等），建议用量为100-200 µl；对于含有核红细胞的抗凝血液样品（如水产类、鸟类、禽类等），建议用量为5-15 µl。本试剂盒也适用于培养动物细胞的基因组DNA提取，建议细胞量为100-200万个。本试剂盒的小包装、中包装和大包装分别可用于50个、200个和1000个血液基因组DNA样品的提取。

▍产品应用

用于安全、便捷、稳定、高效、高质量地分离纯化动物血液基因组DNA的试剂盒。抽提后获得的基因组DNA可以用于基因组DNA的PCR扩增、酶切、基因分型、Southern杂交、高通量测序、基因组DNA文库的构建等各种常规的基因组DNA分析和实验检测。

▍产品保存

蛋白酶K -20ºC保存，其余均室温保存，一年有效。其中磁珠悬浮液长期不使用时，4ºC保存，可以保存更长时间。蛋白酶K室温（15-25ºC）存放一周，活力无明显下降。

▍产品组分

组分编号	组分名称	组分规格
HX3011-1	磁珠悬浮液	1 ml	4 ml	16ml
HX3011-2	裂解液	10 ml	40 ml	160ml
HX3011-3	洗涤液	30 ml	120 ml	160ml
HX3011-4	洗脱液	5 ml	20 ml	80ml
HX3011-5	蛋白酶K	1 ml	4 ml	16ml

▍注意事项

1. 需自备磁分离装置、异丙醇和无水乙醇。

2. 本试剂盒所有操作均在室温进行，操作时无需冰浴。本试剂盒需使用56ºC水浴，请提前作好准备，50-56ºC水浴均可以使用。

3. 除特别说明外，本产品说明书中每次Vortex应控制在5-10 sec左右。

4. 如需制备不含RNA的高纯度总DNA，需自备DNase free的RNase A。

5. 磁珠在静置后会发生沉降，使用前一定要适当涡旋震荡或颠倒数次至充分混匀。磁分离前应适度震荡离心管使磁珠充分分散后再靠近磁场。如果出现磁珠挂壁现象，可以在磁珠聚集后晃动管内液体，使挂壁的磁珠流下。请使用推荐的样品量。如果样品量过大，可能造成磁珠聚集，会影响洗涤进而影响抽提获得的DNA纯度。发生磁珠聚集时，洗涤时需尽量分散磁珠，这样可有效改善抽提效果。如果发生磁珠聚集现象，建议在后续实验中适当减少样品用量。

6. 洗涤液中含有一定浓度的醇类，使用后须旋紧瓶盖以防挥发，并须按照易燃试剂的相关规范进行存放和使用。

7. 由于血液样品的种属、类别及抗凝剂的特殊性，基因组DNA的A260/A230比值可能会较低，但不影响后续PCR扩增、酶切、基因分型等应用。

8. 本产品仅限于专业人员的科学研究用，不得用于临床诊断或治疗，不得用于食品或药品，不得存放于普通住宅内。为了您的安全和健康，请穿实验服并戴一次性手套操作。

1. 样品的准备：取全血样品100 µl，或有核红细胞抗凝血样品10 µl，置于1.5 ml离心管底部。

2. 加入100 µl PBS，使血液总体积为200 µl。

3. 清除RNA （可选做）。如果希望获得不含RNA的高纯度基因组DNA，加入4 µl 100 mg/ml DNase free的RNase A，Vortex混匀，室温（15-25ºC）放置2 min。

4. 加入20 µl蛋白酶K，Vortex混匀。

5. 加入200 µl裂解液，Vortex混匀，65ºC孵育10 min，期间每2-3 min Vortex 1次。

6. 加入300 µl异丙醇，Vortex混匀。

7. 向步骤6中的混合物加入20 µl磁珠悬浮液（使用前务必混匀），轻柔混匀后，室温放置10 min，每3-5 min Vortex 1次。将离心管置于磁力架的磁场中，待磁珠完全聚集后，小心吸除残液。

8. 加入600 µl洗涤液，轻柔震荡使磁珠分散开，颠倒两次后将离心管置于磁力架的磁场中，待磁珠完全聚集后，尽量吸净残液。

9. 加入600 µl无水乙醇，轻柔震荡使磁珠分散开，颠倒两次后将离心管置于磁力架的磁场中，待磁珠完全聚集后，尽量吸净残液。重复本操作一次。

10. 将离心管室温放置3-10 min，或置于37ºC鼓风烘箱3-5 min，确保残留的乙醇等微量液体完全挥发即可。

11. 加入50-100 µl洗脱液，轻柔震荡使磁珠悬于溶液中，60ºC孵育10 min，其间Vortex离心管1-2次。将离心管置于磁场中，待磁珠完全聚集后，小心吸取溶液至新离心管中，置于-20ºC保存。所得溶液即为纯化的总DNA。

注：

1) 全血的用量一般为50-200 µl，如果样品量发生变化，后续裂解液、乙醇等用量也要相应发生变化。

2) 冷冻样品待完全解冻后再进行提取，但新鲜血液样品的得率和片段大小更佳。

3) 血液样本体积不足200 µl时，用PBS补足至200 µl即可。

4) 在不做清除RNA的操作步骤的情况下，会导致最后获得的总DNA含有小部分RNA。如果残余的少量RNA对后续实验没有干扰，可以不进行本步实验操作，直接进入下一步。

5) 加入裂解液后必须立即Vortex混匀，不可把蛋白酶K直接和裂解液混合。

6) 加入异丙醇后必须充分混匀，否则会严重影响抽提效果。加入异丙醇后可能会产生沉淀，属正常现象。

7) 磁珠在使用前一定要涡旋或震荡混匀。如有必要，可适当增加磁珠用量，延长结合时间以提高得率。

8) 如需获得更高浓度的样品，可把洗脱液的体积减小至20 µl，但洗脱下来的DNA量会相对减少。室温较低时，洗脱液在37ºC预热片刻对得率有所帮助。此外，洗脱后的溶液再次加回到原磁珠再洗脱一次，可提高得率约10-30%；或者在第一次洗脱后使用新的洗脱液再洗脱一次，会获得约为第一次洗脱量15-40%的DNA。

下载产品使用说明书

Q：为什么纯化获得的基因组DNA偏少？

A： 1. 样本问题：抗凝血未混匀或储存不当（如长期冷藏未分离白细胞）。

解决：使用新鲜抗凝血（EDTA/枸橼酸钠抗凝），避免冷冻全血；取样前充分混匀。

2. 裂解不充分：裂解液未充分作用或样本量过大（如高白细胞血液未调整比例）。

解决：按比例添加裂解液和蛋白酶K，延长裂解时间（尤其陈旧样本）。

3. 磁珠结合效率低：磁珠未充分重悬或结合缓冲液pH异常。

解决：涡旋震荡混匀磁珠；检查缓冲液是否过期或污染。

4. 洗涤损失：过度洗涤或吸弃上清时误吸磁珠。

解决：减少洗涤次数（按说明书操作），吸液时保留少量液体避免触碰磁珠。

Q：为什么基因组DNA纯度不高？

A：蛋白残留（A260/A280 <1.6）原因：蛋白酶K失活或裂解时间不足；多糖/盐残留（A260/A230 <1.8）原因：洗涤不彻底或乙醇残留；溶血或脂血干扰原因：样本溶血或高脂血影响裂解效率。

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