1. 采集20-100 mg的新鲜植物样品或20 mg干重植物材料于1.5 ml管中，加入液氮进行充分研磨。

2. 加入500 μl样品裂解液PP，Vortex混匀。

3. （选做）清除RNA。如果希望获得不含RNA的高纯度总DNA，加入10 μl 10 mg/ml RNase A，Vortex混匀，室温（15-25ºC）放置2 min。

4. 加入500 μl样品裂解液B，Vortex混匀，65ºC孵育20 min。将孵育后的植物样品溶液，室温8000×g离心10 min。

5. 取离心后的上清溶液加入到DNA纯化柱内，室温静置5-20 min；室温12000×g离心2 min，倒弃废液收集管内液体。

6. 加入500 μl洗涤液I（使用前请确认是否已加入无水乙醇），室温12000×g离心1 min。倒弃废液收集管内液体。

7. 加入700 μl洗涤液II（使用前请确认是否已加入无水乙醇），室温18000×g离心1 min。倒弃废液收集管内液体。

8. 重复步骤7，再次洗涤1次。

9. 室温18000×g离心1 min，去除残留的乙醇。

10. 将DNA纯化柱置于新的1.5ml离心管上，打开管盖室温晾干1 min，加入50-100 μl洗脱液，室温放置1-3 min。室温18000×g离心1 min，所得溶液即为纯化得到的植物基因组DNA。

11. 植物样品基因组DNA浓度和纯度的检测。可通过1%琼脂糖凝胶电泳和紫外分光光度计测量样品在OD260 nm和OD280 nm处的吸光值和OD260/OD280的比值。OD260数值为1时相当于大约50 μg/ml的双链DNA、40 μg/ml的单链DNA。如果使用去离子水进行洗脱，OD260/OD280比值会偏低，但不代表纯度低。

注：

1) 请勿使用过多的样品，否则会导致抽提效果下降。新鲜或冻存的植物样品均可，对于水分较多或DNA含量低的植物材料可适当增加样本量。对于比较珍贵或质量非常少的样品，使用20 mg新鲜植物样品也可以获得比较理想的抽提效果。充分研磨是提取高质量DNA的关键，可提高裂解效果。研磨后的植物样品如果不立刻进行后续操作步骤，可在-80ºC冻存，切勿反复冻融。也可以不进行液氮冷冻和研磨，而是在加入500 μl样品裂解液PP后，使用适当的研磨或匀浆设备进行研磨或匀浆。

2) 加入裂解液PP前请确保研磨后的粉末恢复至室温，否则容易vortex不充分，造成裂解不完全。

3) RNase A的使用量可根据样品起始量的多少而作调整。如果残余的少量RNA对后续实验没有干扰，可以不进行本步骤的实验操作，直接进入下一步。

4) 加入样品裂解液B后需立即Vortex混匀。孵育期间可以取出样品Vortex 1-2次，可加快裂解速度并确保沉淀不聚集在管底。

5) 进行步骤5前需将纯化柱置于废液收集管上。倒弃废液后回收废液收集管。上清溶液可分为多次加入纯化柱内，纯化柱一次最多可加入700 μl上清溶液。不要将沉淀转移到DNA纯化柱内，否则会堵住纯化柱膜，严重影响抽提效果！

6) 进行洗涤前需将纯化柱置于废液收集管上，倒弃废液后回收废液收集管。

7) 不可把步骤8的离心时间延长而省略步骤9，倒弃废液后再离心可以确保充分去除残留的乙醇。

8) 洗脱液体积可根据不同植物及所需的基因组DNA含量作调整。洗脱液需要直接加至纯化柱管内柱面中央，使液体被纯化柱吸收。如果有必要，可以使用去离子水或TE进行洗脱。使用较小体积的洗脱液可以使获得的基因组DNA的浓度较高，但洗脱下来的DNA量相对较少。如果对于获得较多量的DNA非常重要，可以在第一次用100 μl洗脱液洗脱后，再加入100 μl洗脱液重复洗脱一次。第二次洗脱可以增加产量10-80％，特别是当第一次洗脱下来的DNA大于10 μg时，第二次洗脱可以获得第一次洗脱时50-80%的量。一次性加入多于200 μl的洗脱液对洗脱效果的改善相对不太明显。